Blutproben: Fallstricke vermeiden

Bei Hunden werden aus verschiedenen Gründen Blutuntersuchungen durchgeführt, u. a. zur Bestimmung der Schilddrüsen-Werte. Die Analyse kann durch zahlreiche Einflüsse gestört werden. Es liegt auch in der Hand der Hundehalter, die Störfaktoren zu minimieren.

Zugunsten der Verständlichkeit vereinfacht

Wozu Blutuntersuchungen?

Blut ist ein besonderer Saft. Es transportiert Sauerstoff, CO₂ und Nährstoffe, enthält eventuell Schadstoffe und Medikamente, aber auch Hormone, Antikörper und Blutzellen, die unter anderem für die Immunreaktion wichtig sind.

Daher kann man durch Blutuntersuchungen viel über den Organismus erfahren. Je nach gewünschten Informationen werden verschiedene Blutuntersuchungen durchgeführt, wie z. B. zur

• Medikamentenkontrolle,
• Überprüfung von Spuren- und Mengenelementen,
• Versorgungskontrolle (BARF-Profil),
• Überprüfung bestimmter Hormone, z. B. Schilddrüsen-Parameter,
• Organgesundheit,
• Suche nach Erregern bzw. Antikörper gegen bestimmte Erreger oder Autoantikörper.

Anlass der Blutuntersuchungen können z. B. sein

• vor Narkosen,
• Vorsorge (geriatrisches Profil, Screeninguntersuchung),
• bestimmte Krankheitssymptome.

Im Labor (oder im In-House-Labor der Praxis) wird das Blut – je nach Bedarf –auf bestimmte Substanzen untersucht. Für das Differenzialblutbild werden die Blutzellen nach Anzahl und Form ausgewertet.

Je nach gewünschten Parametern muss das Blut bereits in der Praxis in speziell vorbereiten Prüfröhrchen gesammelt und entsprechend vorbereitet werden. Bei umfangreichen Analysen kann eine größere Menge Blut erforderlich sein. Daher ist es manchmal erforderlich, dass der TA mehrere Prüfröhrchen befüllt.

Probenaufbereitung

Vollblut

Vollblut beinhaltet alle physiologischen Bestandteile des Blutes, entsprechend ihrem Vorkommen im Körper, also alle Blutzellen und Proteine. Vollblut besteht zu ca. 45 % aus Blutzellen und zu rund 55 % aus Plasma (s. u.). Außerhalb der Blutgefäße ist Vollblut nicht stabil. Beim Transport kann es daher leicht zu einer Hämolyse (s. u.) kommen und in Folge zur Verfälschung von bestimmten Parametern bei der Analyse.  

Für die Blutanalyse ist i. d. R. kein Vollblut erforderlich. Blei ist einer der wenigen Parameter, bei denen Vollblut verwendet werden muss, da Blei zum größten Teil an die Erythrozyten gebunden wird.

Um die Stabilität von Vollblut zu erhöhen, werden verschiedene Gerinnungshemmer verwendet. EDTA ist der gebräuchlichste Gerinnungshemmer. Bei bestimmten Blutanalysen müssen jedoch andere Gerinnungshemmer verwendet werden. Gerinnungshemmer sind z. B.

• EDTA-Blut: Bestimmte Parameter können nicht in EDTA-Blut bestimmt werden, wie z. B. Calcium, Kalium, Magnesium, Eisen, AP, Glukose und Laktat.
• Aprotinin-EDTA-Blut: Zur Bestimmung instabiler Hormone und Enzyme (z. B. ACTH)
• (Natrium-)Citrat-Blut, z. B. für Gerinnungsuntersuchungen, Von-Willebrand-Faktor-AG, Fibrinogen.
• (Lithium-)Heparin-Blut, wenn geringe Blutmengen zu erwarten sind.
• Natriumfluorid-Blut (NaF-Blut), zur Analyse von Laktat, Glukose.

Plasma

Blutplasma wird aus Vollblut gewonnen, dem gerinnungsfördernde Mittel zugesetzt wurden und das nach der Gerinnung zentrifugiert wird. Im Gegensatz zum Serum enthält es noch Fibrinogen.

Plasma beinhaltet die nicht-zellulären Bestandteile des Blutes und besteht daher aus Wasser (ca. 90 %) und den darin gelösten Substanzen (ca. 10 %). Zu diesen gelösten Substanzen zählen z. B.

• gelöste Mengen- und Spurenelemente, Elektrolyte (Na⁺, Cl^–, K⁺, Ca²⁺, Mg²⁺, Phosphate),
• Plasmaproteine (Albumine, Lipoproteine, Immunglobuline, Fibrinogen),
• Nährstoffe (z. B. Glukose, Lipide),
• organische Säuren (z. B. Laktat, Pyruvat, Citrat),
• Abbauprodukte von Stoffwechselprozessen (Kreatinin, Kreatin, Harnsäure),
• Hormone.

Serum

Blutserum wird aus Vollblut gewonnen, in welchem die Blutgerinnung erfolgt ist. Die Trennung des geronnenen Bluts (dem Blutkuchen) von den wässrigen Blutbestandteilen erfolgt manuell, anschließend wird der Überstand zentrifugiert. Die Herstellung ist daher relativ aufwändig.

Das Blutserum enthält kein Fibrinogen, Natrium und Kalium.

Was sagen die Blutwerte aus?

Für (fast) jeden Blutwert gibt es einen Referenzbereich. Werte innerhalb des jeweiligen Referenzbereiches decken für die meisten Hunde die „gesunden“ Werte ab. Das heißt aber auch, dass bei einem Individuum der ein oder andere Wert außerhalb des Referenzbereiches liegen kann, ohne dass dies ein Anzeichen für eine Krankheit ist. Oder dass bei einem einzelnen Hund ein Wert innerhalb des Referenzbereiches liegen kann und bereits krankhafte Veränderungen anzeigt.

Manche Blutwerte ändern sich tagesperiodisch oder aufgrund bestimmter äußerer Einflüsse, z. B. aufgrund von Anstrengung, Stress, Fütterung oder ähnlichem. Diese Werte haben nur eine relativ geringe Aussagekraft. Viele Hormone sind in diese Kategorie einzustufen, sodass eine einmalige Messung dieser Hormone meist nur wenig aussagt. Thyroxin (T4) ist z. B. unter anderem tagesperiodischen Schwankungen unterworfen und ist daher während rund 20 % des Tages niedrigere als während des übrigen Tages.

Manche Werte verändern sich nur bei langzeitigen Fehlversorgungen / Krankheiten. So wird der T3-Wert bei einer SDU noch lange im optimale Bereich gehalten. Andere Werte reagieren dagegen sehr sensible auf Veränderungen. Auch die Werte von bestimmten Mengen- und Spurenelemente zeigen nur langfristige Veränderungen an. Eine Kalzium-Unterversorgung beispielsweise wird zunächst durch Kalziumfreisetzung aus den Knochen ausgeglichen, eine Überversorgung dagegen durch Kalziumeinlagerung.

Bei der Interpretation von Blutanalysen sind also zahlreiche Hintergrundinformationen zu berücksichtigen.

Da ist was schief gegangen

Zahlreiche Einflüsse können dazu führen, dass die Analyse die Blutprobe nur schlecht oder nicht möglich ist. Ein wichtiger Aspekt ist die sogenannte Präanalytik– also die Probenahme und -aufbereitung. Für die Präanalytik sind vorrangig der Tierarzt und sein Team verantwortlich. Aber auch der Hundehalter kann einiges tun, um die Auswertbarkeit der Proben zu gewährleisten.

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Alles so stressig hier…

Aufregung und Anstrengungen vor und während der Probenahme kann zu zahlreichen Veränderungen im Blutbild führen. Neben erhöhter Gefahr, dass das Blut hämolytisch wird, verändern sich einige Parameter auch unmittelbar:

• Zunahme: Erythrozyten, Gesamtleukozyten, Lymphozyten, Neutrophilenzahl, Hämoglobinkonzentration, Hämatokrit sowie CK-, LDH-, Laktat-, Glukose- und Kortisolspiegeln.
• Abnahme Eosinophilenzahl, Lymphozyten (bei längerem Stress).

Trübungen

Bei lipämischem und hämolytischem Blut liegen in Plasma oder Serum Trübungen vor, die die Analyse erschweren oder unmöglich machen.

Eine rechnerische Bereinigung der ermittelten Analyseergebnisse ist nicht oder nur bedingt möglich. Blutergebnisse aus lipämischem oder hämolytischem Blut sind daher nur bedingt interpretierbar.

Die Häufigkeit von Hämolyse steigt mit zunehmendem Lipämie-Index.

Hämolytisches Blut

Hämolytisches Blut beinhaltet Bestandteile von zerstörten Erythrozyten. Die Folgen sind, dass

• Analysen mit optischen, enzymatischen oder ionenselektiven Verfahren gestört werden,
• bestimmte Parameter durch Freisetzung von Substanzen aus den Erythrozyten verändert sein können.

Ursachen einer Hämolyse können sein:

• Fehler bei der Probennahme (z. B. zu starkes Atem des Tieres während der Probenahme aufgrund von Aufregung, zu schnelles Ausspritzen des Blutes),
• Fehler bei der Probenaufbereitung (z. B. falsches Mischungsverhältnis im Probenröhrchen, zu starkes Zentrifugieren),
• Fehler bei Lagerdauer und -bedingungen von Vollblut,
• krankhaft: hämolytische Anämie.

Analysefehler können daher je nach Analysemethode u. a. bei folgenden Parametern auftreten:

• Kalium, Kalzium, Magnesium, Eisen, Mangan, Selen, Zink, Phosphat,
• Enzyme: CK, LDH, AST und ALT, Alpha-Amylase, Lipase, LDH, alkalische Phosphatase,
• Hormonanalysen, Cholesterin,
• Bilirubin, Hämoglobin, Hämatokrit, MCHC, Erythrozytenzahl,
• Albumin, Fruktosamin, Gamma-GT, Gesamteiweiß, Glukose, Kreatinin.

Der Hämolyse-Index gibt an, wie stark das Blut hämolysiert ist. Er wird entweder maschinell oder visuell bestimmt.

Lipämisches Blut

Lipämisches Blut wird durch Fette getrübt. Die Folgen können sein, dass

• Analysen mit optischen Verfahren gestört werden,
• Analysen, die mit Antikörpern und / oder Enzymen arbeiten, gestört werden (Interferenzen),
• bestimmte Parameter sich in den unterschiedlichen Phasen (Fett oder Wasser) anreichern und daher falsch gemessen werden.

Ursachen einer Lipämie können sein:

• Fütterung (insbesondere fettreiche Fütterung) vor der Blutabnahme,
• starke Belastung,
• krankhaft: Fettstoffwechselstörungen, Diabetes, akute Pankreatitis, Cushing-Syndrom.

Analysefehler können daher je nach Analysemethode u. a. bei folgenden Parametern auftreten:

• Kalium, Natrium, Kalzium, Phosphat,
• Enzyme: ALT, AST, Amylase, alkalische Phosphatase,
• Hormonanalysen, Cholesterin,
• Bilirubin, Hämoglobin , MCHC,
• Albumin, Triglyceride, Gesamteiweiß, Kreatinin.

Der Lipämie-Index gibt an, wie stark lipämisch das Blut ist. Er wird entweder maschinell oder visuell bestimmt.

Um eine krankhafte Lipämie von einem durch (fettreiche) Futteraufnahme verursachten lipämischen Blut unterscheiden zu können, muss das Blut bei einem nüchternen Hund untersucht werden.

Nüchtern

Bestimmte Blutparameter können nur nüchtern bestimmt werden. Hierzu zählen TLI, Ammoniak, Gallensäuren, Triglyceride und Insulin.

Zur Cholesterinbestimmung sollte der Hund möglichst nüchtern sein.

Nüchtern bedeutet, dass der Hund mindestens 12 Stunden vor der Blutabnahmen keine Nahrung aufgenommen hat (Wasser darf frei zur Verfügung stehen).

Manche Labore empfehlen, die Blutanalyse grundsätzlich beim nüchternen Hund durchzuführen. Zumindest sollte der Hund vor der Blutabnahme keine umfangreichen oder stark fetthaltigen Mahlzeiten erhalten. Dadurch wird zum einen fütterungsabhängiges lipämisches Blut vermieden. Zum anderen ermöglicht es einen fütterungsunabhängigen Vergleich. Dies ist insbesondere bei wechselnden Futterzusammensetzungen (wie z. B. bei einem BARF-Wochenplan) relevant.

Weitere Einflüsse und Fehlermöglichkeiten

Veränderungen in der Probe: Auch in der Blutprobe sind die Blutzellen noch stoffwechselaktiv und bauen im Rahmen der Glykolyse Glukose ab. Dadurch erhöht sich in der Probe der Laktatwert. Ursachen ist eine zu späte Abtrennung von Serum / Plasma aus den vorbereiteten Proberöhrchen oder die Verwendung von NaF-Röhrchen.

Blutmenge: Steht dem Labor nicht ausreichend Blut zur Verfügung, können nicht alle angeforderten Parameter bestimmt werden. Auch eine Rückstellung von Blut für Nachforderungen von Paramatern ist nicht möglich.

In House Messungen: In-house-Messungen werden direkt in der Praxis durchgeführt. Aus verschiedenen Gründen können sie ungenauer sein, als Analysen in einem externen Labor. Weichen Symptome und die gemessenen relevanten Werte voneinander ab, sollte eine externe Analyse durchgeführt werden.

Weitere Einflüsse

• Medikamente können bestimmte Blutwerte beeinflussen.
• Unsachgemäße Präanalytik (z. B. zu späte Zentrifugation) können zu Veränderungen von Werten führen.
• Unsachgemäße Lagerung der Proben (etwa Temperatur und Lagerdauer) haben Einfluss auf die Messwerte.

Nachwirkungen

Wird nach der Blutabnahme die Einstichstelle nicht lange genug abgedrückt, dringt Blut ins umliegende Gewebe. Es bildet sich ein Bluterguss. Dieser verschwindet jedoch in der Regel ohne weitere Komplikationen innerhalb weniger Tage.

Bei der Blutabnahme können Keime in die Stichstelle getragen werden und zu Entzündungen führen. Daher ist eine ausreichende Desinfektion der Stichstelle erforderlich. Doch auch wenn das Tier sehr unruhig bei der Probenahme ist, erhöht sich die Gefahr von Verkeimungen.

Bei sehr sensiblen Tiere können durch die Blutabnahme Kreislaufprobleme auftreten.

Relevanz für die SD-Werte

Bei einer SDU können die Blutfettwerte erhöht sein. Die Gefahr einer Lipämie / von lipämischem Blut steigt daher. Ferner kann eine Abgrenzung zu z. B. Pankreatitis oder Cushing erforderlich sein, bei denen ebenfalls eine Lipämie möglich ist. Es kann daher wichtig sein, von vorneherein eine fütterungsbedingte Lipämie auszuschließen. Verschiedene Labore (z. B. MSU, Synlab) empfehlen daher die Untersuchung der SD-Parameter bei nüchternen Tieren. Andere Labore verweisen nur grundsätzlich darauf, dass Blutuntersuchungen möglichst nüchtern erfolgen sollten.

Besteht aufgrund von Hyperaktivität, großem Erregungspotential und / oder Ängstlichkeit der Verdacht einer SDU oder treten bei einer SDU die genannten Symptome auf, besteht ein erhöhtes Risiko für hämolytisches Blut.

Die SD-Hormonwerte werden durch optische, enzymatische und / oder Antikörper-Verfahren bestimmt. Diese Verfahren können durch lipämisches / hämolytisches Blut gestört werden. Es gibt allerdings unterschiedliche Aussagen dazu, ob und wie stark die SD-Werte durch Trübungen oder die veränderten Blutwerte bei lipämischem oder hämolytischem Blut beeinflusst werden. Gemäß einer Zusammenstellung von Hegstad-Davis (2006) sind folgende Veränderungen möglich:

	Lipämie	Hämolyse
T4	Kein Einfluss bei Serum oder Heparin-, EDTA-Plasma	Kein Einfluss auf Serum oder EDTA-Plasma mit RIA. Einfluss möglich bei Chemolumineszenzmessung.
fT4ED	Keine Angaben	Beeinflussung (Reduzierung) bei ELISA-Messungen.
T3	Keine Angaben	Kein Einfluss auf Serum oder EDTA-Plasma mit RIA. Einfluss möglich bei Chemolumineszenzmessung.
TSH	Keine Angaben	Einflüsse möglich bei Chemolumineszenzmessung oder ELISA.
TAK	Möglichst vermeiden.	Möglichst vermeiden.

Lucena et al. geben allerdings an, dass RIA sowohl durch Lipämie als auch durch (starke) Hämolyse beeinflusst wird. Bei ihren Untersuchungen zur fT4-Bestimmung durch ELISA stellten sie fest, dass bereits geringe Hämolyse die fT4-Werte nicht linear verändert. Bei den meisten Hämolyse-Graden resultieren niedrigere Werte, es waren jedoch auch Werteerhöhungen möglich. Hinsichtlich der Lipämie gibt es bei der Studie einen schwachen, linearen Einfluss, sodass Analysenergebnisse korrigiert werden können. Hohe Triglyceridwerte führen (bei ELISA) zu einer Erhöhung des fT4-Wertes.

Bei einer SDU können bestimmte Blutwerte erhöht sein, wie z. B. ALT, AST, Triglyceride, Cholesterin. Diese können in grenzwertigen Fällen als Sekundärparameter zur Diagnose einer SDU hinzugezogen werden. Sind diese Werte durch Nahrungsaufnahme vor der Blutabnahme (lipämisches Blut) oder durch Stress und  Aufregung (hämolytisches Blut) verändert, können sie nicht als Sekundärparameter dienen.

Um die Gefahr von lipämischem Blut und Wiederholungsmessungen zu vermeiden, sollten die SD-Messungen in folgenden Fällen beim nüchternen Hund erfolgen:

• deutliche SDU-Symptome vorhanden,
• Erst-Diagnose einer SDU,
• Probenversand nach Übersee,
• Kontrolluntersuchungen bei schwankenden Hormonwerten,
• hyperaktive, “aufgeregte“, ängstliche Hunde.

Stress, Aufregung und Anstrengungen vor und während der Blutabnahme sind zur Reduzierung der Hämolyse-Gefahr möglichst zu vermeiden.

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Optimierung der Blutabnahme durch den Halter

Der Hundehalter kann im Vorfeld und bei der Probennahme dazu beitragen, Fehler bei den Messungen zu vermeiden:

• Grund des Arztbesuches und der Blutprobe bereits bei der Anmeldung abstimmen. Hierdurch ist es nicht nur möglich, ein ausreichendes Zeitfenster für die Untersuchung einzuplanen, sondern ermöglicht auch die Einschätzung, ob der Hund zwingend nüchtern sein muss.
• Bei ängstlichen, aufgeregten Hunden sollten Wiederholungsmessungen vermieden werden, ebenso, wenn Proben nach Übersee verschickt werden müssen. Es empfiehlt sich daher in diesen Fällen die Probenahme immer nüchtern durchzuführen.
• Bei einer einmal täglichen Fütterung sollte die Blutabnahme nüchtern erfolgen. Bei mehrmaligen Fütterungen am Tag (sofern eine nüchterne Blutabnahme nicht ohnehin erforderlich ist) sollte der Schwerpunkt der Fütterung nach der Blutabnahme liegen.
• Ist das Tier durch die Anreise zum Tierarzt bereits gestresst, sollte ein ausreichendes Zeitfenster eingeplant werden, damit der Hund sich an einem ruhigen, nicht stressenden Ort zumindest teilweise wieder beruhigen kann.
• Anstrengungen des Tieres vor der Blutabnahme vermeiden. Die Rad- oder Wandertour also erst anschließend einplanen.
• Ist der Hund insbesondere beim TA gestresst, vermeiden Sie lange Wartezeiten im Wartezimmer. Weißen Sie den TA bereits bei der Terminvereinbarung darauf hin und versuchen Sie, den frühestmöglichen Tagestermin zu erhalten. Sind Wartezeiten unvermeidlich, versuchen Sie, mit dem Hund an einem ruhigen, nicht stressenden Ort zu warten.
• Starten Sie in Abstimmung mit dem Tierarzt ein Tierarzt-Training.
• Teilen Sie dem Tierarzt die Medikamente mit, die der Hund in letzter Zeit erhalten hat. Bestimmte Medikamente können die Blutwerte verändern und zu Fehlinterpretationen der Messergebnisse führen.
• Die bei der Anmeldung vorgesehenen Blutanalysen können sich durch die Untersuchung verändern. Vor der Blutabnahme sollten daher nochmals die gewünschten / erforderlichen Blutanalysen abgestimmt werden.
• Aufgrund der Lagerdauer sollten bestimmte Parameter nach Möglichkeit nicht an einem Samstag oder vor Feiertagen angefordert werden.  (Abstimmung TA)
• Vermeiden Sie Aufregungen während der Probennahme. Die meisten Hunde sind weniger aufgeregt, wenn sie vom Halter fixiert und beruhigt werden. Bei manchen Hunden kann durch den Halter jedoch auch Aufregung verstärkt werden. Ist der Hund besonders aufgeregt, wenn er auf dem Untersuchungstisch platziert wird, können evtl. in Absprache mit dem Tierarzt Lösungen gefunden werden. Ein spezielles Training hierzu ist auch zu Hause und auf Spaziergängen möglich. Stimmen Sie sich mit ihrem Tierarzt ab, ob die Blutabnahme möglichst früh während des Termins und vor weiteren Untersuchungen möglich ist.
• Entzündungen vorbeugen, indem Sie den Hund nicht unmittelbar nach der Probenahme in einen See, Fluss oder ein Schlammbad lassen.

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Zitierte Quellen

Hegstad-Davies RL: A review of sample handling considerations for reproductive and thyroid hormone measurement in serum or plasma. Theriogenology 66 592–598, 2006

Lucena R et al.: Effects of Haemolysis, Lipaemia and Bilirubinaemia on an Enzyme-linked Immunosorbent Assay for Cortisol and Free Thyroxine in Serum Samples from Dogs. The Veterinary Journal, 156. 127-131, 1998

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